ISBN 978-85-85905-10-1
Área
Bioquímica e Biotecnologia
Autores
Santos, A.M. (UEMS) ; Maciel, O.M.C. (USP) ; Debonsi, H.M. (USP) ; Jeller, A.H. (UEMS) ; Arruda, G.J. (UEMS)
Resumo
Empregando o fungo Acremonium implicatum, este trabalho visou a caracterização voltamétrica do biofilme formado por este micro-organismo, utilizando como eletrólito de suporte KCl 0,5 mol L-1 e voltametria cíclica como método eletroquímico sendo o eletrodo de carbono vítreo empregado como eletrodo de trabalho. Os resultados obtidos mostraram que o eletrodo sem biofilme apresenta um coeficiente de difusão 25% maior que o eletrodo com filme depositado e 41% maior que o biorreator. Após a obtenção do biofilme o eletrodo com filme depositado apresentou um coeficiente de difusão 21% maior que o biorreator.
Palavras chaves
Voltametria cíclica; Biorreator; Micro-organismo
Introdução
A eletroquímica tem sido usada para investigar sistemas biológicos, sendo o mais estudado em células a combustível microbianas, suas técnicas permitem a detecção sensível e rápido processamento de dados. Geobacter sulfurreducens é um exemplo de bactéria comumente utilizada na caracterização eletroquímica de biofilmes para células a combustível microbianas (CONGDON et al., 2013). Biofilmes são comunidades complexas de micro- organismos aderidos às superfícies ou associados com interfaces (DAVEY et al., 2000). Os biofilmes, como G. sulfurreducens possuem uma característica eletroquímica, quando utilizado com eletrodo de carbono vítreo (MARSILI et al., 2008). Os resultados da detecção eletroquímica são particularmente relevantes para a interpretação da presença e proliferação de biofilmes com base nos seus potenciais de redução e a capacidade dos biofilmes de realizar reações redox (KANG et al., 2012). Os mecanismos exatos dessas reações redox ainda não estão claros ou ainda são contestados na literatura (CONGDON et al., 2013). Este trabalho tem como objetivo a caracterização do biofilme do fungo marinho Acremonium implicatum, utilizando como método eletroquímico a voltametria cíclica (VC), tendo como eletrodo de trabalho o carbono vítreo.
Material e métodos
O fungo foi ativado em placa de Petri contendo meio batata-dextrose-ágar em água do mar sintética (AMS), desenvolvido durante o período de 7 a 10 dias a 25 ºC. Realizou-se o repique dos micélios em meio sólido, contendo malte e ágar em AMS, o período de crescimento foi o mesmo da ativação. O cultivo em meio líquido foi realizado contendo malte em AMS (8 dias de crescimento, 25 ºC). As medidas eletroquímicas foram realizadas em Potenciostato/Galvanostato AUTOLAB PGSTAT-12 e gerenciado pelo software GPES 4.9 para aquisição dos dados. Foi utilizado uma célula eletroquímica com 3 eletrodos: fio de platina, Ag/AgCl e eletrodo de carbono vítreo (CV) com área geométrica de 0,0497 cm2, foram utilizados como eletrodo auxiliar, referência e de trabalho, respectivamente. O eletrodo de carbono vítreo foi previamente limpo em feltro com solução de alumina 0,3 µM numa politriz e levado em banho ultrassônico em álcool etílico absoluto (99,8%), água destilada e ácido nítrico 0,1% respectivamente, durante 3 min em cada etapa em lavadora ultrassônica. Foi utilizada duas formas de obtenção do biofilme, depositando 10 µL do filme na superfície do eletrodo (CV1), e utilizando um de biorreator (CV2), onde o eletrodo ficou em contato com o fungo durante 8 dias, as aberturas nos sistemas foram seladas para evitar contaminação externa. Reagentes: Solução de ferricianeto de potássio III (K3[Fe(CN)6]) 1x10-3 mol L-1 (Solução A) e KCl 0,5 mol L-1 com eletrólito de suporte.
Resultado e discussão
Os voltamogramas foram realizados na presença da solução A em KCl 0,5 mol
L-1 (Fig. 1). A figura 1A apresenta a comparação entre VC dos
eletrodos usados, onde se observou um declínio na corrente de pico, sendo CV
35% maior que CV1 e 60% maior que CV2, onde biofilme diminui a corrente de
pico. Após a obtenção do biofilme CV1 apresentou uma corrente de pico 38%
maior que CV2. O efeito da velocidade de varredura de potencial foi avaliado em
um intervalo de 25-125 mVs-1 (Fig. 1B-1C). Ip versus υ1/2
foi utilizado para calcular o coeficiente de difusão, a partir da inclinação da reta,
obtida com a variação de velocidade, de acordo com a equação de Randles-
Sevcik:
Ip=2,69x105n3/2AD1/2υ1/2[/sup
], onde Ip é a corrente de pico (A), n é número de elétrons, A é a área
do elétrodo (cm2), C é a concentração (mol/cm3), υ é
velocidade de varredura (V/s) e D é o coeficiente de difusão do analito
(CONGDON et al., 2013). CV apresentou um coeficiente de difusão 25% maior
que CV1 e 41% maior que CV2 (Fig. 1D), esperado pela deposição do material
não eletroativo que impede a transferência de elétrons reduzindo a corrente de
pico. A reversibilidade da reação é observada de acordo com o perfil da VC de
oxi-redução do ferro, apresentando IpA versus IpC aproximadamente 1 (Tab. 1).
A área eletroquímica do eletrodo foi obtida a partir equação de Randles-Sevcik,
utilizando o coeficiente de difusão calculado anteriormente. CV apresentou uma
área 13% maior que o CV1 e 31% maior que CV2. Após a obtenção do biofilme
CV1 é 21% maior que CV2. Isso indica uma melhor transferência de elétrons
mediada pelo biofilme depositado do que o biorreator, sendo mais acessível a
reações redox.
Figura 1: (A) CV, CV1 e CV2 a uma velocidade de
100 mVs-1, (B) e (C) influência velocidade de
varredura e (D) Ip versus a υ 1/2.
Tabela 1: Valores de intensidade de pico (Ip),
potencial de pico(Ep), coeficiente de difusão e área
eletroquímica reativa dos eletrodos utilizados.
Conclusões
Os resultados obtidos mostraram que o biofilme dificulta a transferência de elétrons, devido substâncias não eletroativas, observado pelos valores de coeficiente de difusão. Após a obtenção do biofilme, a melhor reposta voltamétrica foi obtida com a deposição direta do filme na superfície do eletrodo.
Agradecimentos
UEMS e Fundect
Referências
CONGDON, R. B.; FELDBERG, A. S.; BEN-YAKAR, N.; MCGEE, D.; OBER, C.; SAMMAKIA, B.; SADIK, O. A. Early detection of Candida albicans at porous electrodes. Analytical Biochemistry, v. 433, p. 192-201, 2013.
DAVEY, M. E.; O'TOOLE G. A. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics. Microbiology and Molecular Biology Reviews, v. 64, n. 4, p. 847-867, 2000.
KANG, J.; KIM, T.; TAK, Y.; LEE, J. H.; YOON, J. Cyclic voltammetry for monitoring bacterial attachment and biofilm formation. Journal of Industrial and Engineering Chemistry, v. 18, p. 800-807, 2012.
MARSILI, E.; ROLLEFSON, J. B.; BARON, D. B.; HOZALSKI, R. M.; BOND, D. R. Microbial biofilm voltammetry: direct electrochemical characterizations of catalytic electrode-attached biofilms. Applied and Environmental Microbiology, v. 74, n. 23, p. 7329-7337, 2008.
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